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Fusarium oxysporum f. sp. albedinis

2003; Wiley; Volume: 33; Issue: 2 Linguagem: Dinamarquês

10.1046/j.1365-2338.2003.00637.x

1365-2338

Plant Disease Management Techniques

EPPO BulletinVolume 33, Issue 2 p. 265-269 Free Access Fusarium oxysporum f. sp. albedinis First published: 29 October 2003 https://doi.org/10.1046/j.1365-2338.2003.00637.xCitations: 5 European and Mediterranean Plant Protection Organization PM 7/16(1) Organisation Européenne et Méditerranéenne pour la Protection des Plantes AboutSectionsPDF ToolsRequest permissionExport citationAdd to favoritesTrack citation ShareShare Give accessShare full text accessShare full-text accessPlease review our Terms and Conditions of Use and check box below to share full-text version of article.I have read and accept the Wiley Online Library Terms and Conditions of UseShareable LinkUse the link below to share a full-text version of this article with your friends and colleagues. Learn more.Copy URL Share a linkShare onFacebookTwitterLinkedInRedditWechat Specific scope This standard describes a diagnostic protocol for Fusarium oxysporum f. sp. albedinis. Champ d’application spécifique Cette norme décrit un protocole de diagnostic pour Fusarium oxysporum f. sp. albedinis. Specific approval and amendment First approved in 2002-09. Approbation et amendements spécifiques Première approbation en 2000-09. Introduction The vascular wilt of date palm (Phoenix dactylifera) known as Bayoudh disease is caused by the fungus Fusarium oxysporum f. sp. albedinis (CMI, 1978, 1992; EPPO/CABI, 1997). The disease is usually fatal, but plants often take 6 months to 2 years to die. The most important means of carry-over is spores and mycelium in the soil. Infection mainly occurs through the roots and spreads internally through the vascular system. Dispersal of the pathogen occurs by means of infected offshoots, soil, symptomless hosts, infected date tissues and irrigation water. Invasion of flower stalks and fruits has never been reported. There are no reports of seed transmission. Introduction Le champignon Fusarium oxysporum f. sp. albedinis est l’agent d’un flétrissement vasculaire du palmier-dattier (Phoenix dactylifera), appelé maladie du Bayoudh (CMI, 1978, 1992; EPPO/CABI, 1997). La maladie est généralement fatale, et les arbres meurent souvent au bout de 6 mois à 2 ans. Les principaux moyens de transmission sont les spores et le mycélium dans le sol. La contamination a lieu principalement par les racines et s’étend dans les plantes par le système vasculaire. Le pathogène se dissémine par les rejets, le sol, les hôtes ne présentant pas de symptômes, les tissus de palmier-dattier ou l’eau d’irrigation infectés. Aucune invasion des hampes florales ou des fruits n’a jamais été signalée. Il n’existe aucune indication de transmission par les semences. Identity Name: Fusarium oxysporum Schlechtendahl:Fr. f. sp. albedinis (Killian & Maire) W. L. Gordon Synonyms: Cylindrophora albedinis Killian & Maire Fusarium albedinis (Killian & Maire) Malençon Teleomorph: None known Taxonomic position: Fungi; Ascomycota: anamorphic Hypocreales Bayer computer code: FUSAAL Phytosanitary categorization: EPPO A2 list: no. 70, EC Annex designation: II/A1. Identité Nom: Fusarium oxysporum Schlechtendahl:Fr. f. sp. albedinis (Killian & Maire) W. L. Gordon Synonymes: Cylindrophora albedinis Killian & Maire Fusarium albedinis (Killian & Maire) Malençon Téléomorphe: Aucun connu Classement taxonomique: Fungi: Ascomycota: Hypocreales anamorphiques Code informatique Bayer: FUSAAL Catégorisation phytosanitaire: Liste A2 de l’OEPP no. 70; Désignation Annexe UE II/A1 Detection Disease symptoms The first external symptoms appear on one or more leaves of the middle crown. The affected leaf takes a lead or ash-grey colour and withers in a characteristic way. Some pinnae situated on one side of the leaf become white and then the withering progresses from the base to the apex. After one side has been affected, the withering starts at the other side and progresses from the top to the base until the whole leaf dies. However, other symptoms (brown longitudinal stains on the rachis, general yellowing) may also develop. A diseased tree shows relatively few affected (reddish) roots. When cut, palm fronds manifesting external symptoms exhibit a reddish-brown discoloration with distinctly coloured vascular bundles. Finally, offshoots at the base of the palm are attacked. Détection Symptômes de maladie Les premiers symptômes externes apparaissent sur une ou plusieurs feuilles du milieu de la couronne. La feuille atteinte prend une coloration gris cendré ou gris plomb, et flétrit d’une manière caractéristique. Certaines pennes situées d’un côté de la feuille blanchissent, et le flétrissement progresse ensuite de la base vers l’extrémité. Lorsque tout ce côté a été atteint, le flétrissement commence de l’autre côté et progresse de l’extrémité vers la base jusqu’à la mort de la feuille. D’autres symptômes (taches brunes longitudinales sur le rachis, jaunisse généralisée) peuvent également apparaître. Les arbres malades présentent relativement peu de racines atteintes (rougeâtres). Les frondes qui manifestent des symptômes externes ont une coloration brun-rougeâtre avec des faisceaux vasculaires très colorés lorsqu’on les coupe. Enfin, les rejets à la base de l’arbre sont attaqués. Identification The symptoms of Bayoudh disease are classical symptoms of vascular wilt, and identification solely on the basis of external and internal symptoms is not therefore reliable. Identification should be based on isolation of the fungus, and further identification of the pure culture through molecular genetic methods or pathogenicity testing. Negative pathogenicity tests do not exclude the presence of the pathogen, and in such cases suspect isolates of F. oxysporum should be sent to a specialist for PCR testing. Other methods, such as vegetative compatibility of nitrate mutants (Djerbi, 1990) and RFLP analysis (Tantaoui et al., 1996), have been used in the past, and have demonstrated the homogeneity of F. o. albedinis. These methods are no longer in use for diagnosis. Isolation For isolation, the standard procedure is to surface-sterilize pieces of discoloured vascular tissue from roots, leaves or stems in 50% ethanol for 1 min, rinse with water and incubate at 20–25 °C on agar media (Djerbi, 1990). Fusarium spp. are very unstable in culture, especially on rich media such as potato dextrose agar (PDA), and may quickly degenerate and (in the longer term) even lose pathogenicity. Therefore, it is necessary to isolate and culture Fusarium isolates on low nutrient media such as synthetic nutrient-poor agar (SNA). Other media such as Czapek Dox agar (CDA) and PDA should be used only for observing macroscopic cultural characteristics such as colour. For preservation, the fungus should only be taken from SNA. Culture media • potato dextrose agar (PDA, Difco) • synthetic nutrient-poor agar (SNA; 1 g KH2PO4, 1 g KNO3, 0.5 g MgSO4·7H2O, 0.5 g KCl, 0.2 g glucose, 0.2 g sucrose per L of distilled water, to which autoclaved pieces of filter paper are added to the plates as an additional carbon source) • Czapek Dox agar (3 g NaNO3, 1 g KH2PO4, 0.5 g KCl, 0.5 g MgSO4·7H2O, 0.01 g FeSO4·7H2O, 30 g sucrose, 15 g agar, 1000 mL distilled water). Growth characteristics in culture Aerial mycelium on PDA and CDA is delicately floccose, sparse, cultures with a slimy appearance due to abundant production of conidia, pink (seen from the reverse side of the plate, especially on PDA) and slow-growing (6.0–8.5 cm diameter after 8 days at 25 °C on PDA). Morphology Conidia (on SNA): Microconidia borne on short, simple monophialides (8–14 µm long) arising laterally on the hyphae or from short sparsely branched conidiophores; generally abundant, variable, oval-ellipsoid, straight to slightly curved, 5–12 × 2.2–3.5 µm, produced in mucilagenous slime. Macroconidia, sparse in some strains, are borne on more elaborately branched conidiophores or on the surface of Tubercularia-like sporodochia. They are thin-walled, generally 3–5-septate, fusoid-subulate and pointed at both ends, occasionally fusoid-falcate, some with a somewhat hooked apex and a pedicellate base. They range in size from 3-septate, 27–46 × 3–5 µm to 6–7-septate, 50–66 × 3.5–5 µm. The 3-septate spores are the most commonly found (Fig. 1). Figure 1Open in figure viewerPowerPoint Conidia, conidiophores and chlamydospores of Fusarium oxysporum (Courtesy Gerlach & Nirenberg, 1982). Chlamydospores (on SNA): smooth to rough walled, 7–11 µm, generally abundant, terminal or intercalary, generally solitary but occasionally in pairs or chains. Morphology of spores on PDA or from the host is usually very variable and not reliable. Molecular genetic identification of pure cultures A primer pair (TL3–FOA28) has been developed by Fernández et al. (1998) for unambiguous diagnosis of pure cultures of F. o. albedinis by the polymerase chain reaction (PCR). This test differentiates the date palm pathogen from other formae speciales in F. oxysporum and also from saprophytic strains. The primer sequences are 3′-GGTCGTCCGCAGAGTATACCGGC-5′ (TL3) and 3′-ATCCCCGTAAAGCCCTGAAGC-5′ (FOA28). Fungal DNA should be extracted from an F. oxysporum culture according to Fernández et al. (1998) or using standard methods for DNA extraction from fungi. The reaction mixture should contain 1.5 mm MgCl2; 100 µm (each) dATP, dCTP, dGTP, and dTTP; 0.5 µm (each) of both primers; 25 ng of genomic DNA; 1.25 µL of 10× concentrated reaction buffer; and 0.25 units of DNA polymerase. A negative control (no DNA target) should be included in every experiment to test for contamination as well as a positive control (DNA from a reference strain of the pathogen). Amplification should be performed in a DNA thermal cycler programmed as follows: 1 cycle for 4 min at 95 °C followed by 30 cycles for 30 s at 92 °C, 30 s at 62 °C, and 45 s at 72 °C. One cycle for 15 min at 72 °C should be conducted after the 30 cycles. After amplification, 8 µL of the reaction mixture is loaded onto a 1.4% agarose gel, separated by electrophoresis, stained with ethidium bromide, and viewed and photographed under UV light. DNA from the reference strain of the fungus (positive control), but not the negative control, should yield an amplicon of 400 bp. Isolates of F. oxysporum yielding an amplicon of this size should be identified as f. sp. albedinis. Pathogenicity testing Pathogenicity testing of pure cultures may be used as an alternative to PCR testing. The method is technologically simple but very time-consuming (Djerbi, 1990). Seedlings of P. dactylifera are grown under disease-free conditions in transparent polythene bags. The fungus should not have been stored on PDA or on other rich media. The fungus should be transferred from SNA to PDA (solid or liquid) at 25 °C and a spore suspension of 106 spores mL−1 prepared after 1 week. The spore suspension is pipetted onto the roots of seedlings in the 2-leaf stage (approximately 3 months old). The first symptoms become visible after 3 weeks. The mortality rate is recorded at regular intervals for 2 months after inoculation. In addition to the test inoculation, two standard control inoculations are included: one with a pathogenic isolate of F. oxysporum f. sp. albedinis and one with a non-pathogenic isolate of F. oxysporum (to be obtained from the sources given below). The pathogenicity test is valid if the final mortality rates obtained with both the known pathogenic isolate and the test isolate are higher than 20%, with no disease occurring with the non-pathogenic isolate. Date palm is genetically variable due to its dioecious nature, so a minimum of 50 seedlings should be used in the pathogenicity test. Identification Les symptômes de la maladie du Bayoudh sont typiques d’un flétrissement vasculaire. L’identification uniquement à partir des symptômes externes et internes n’est donc pas fiable. L’identification du champignon doit reposer sur son isolement et sur l’identification de la culture pure par des méthodes moléculaires ou des tests de pouvoir pathogène. Des résultats négatifs aux tests de pouvoir pathogène ne permettent pas d’exclure la présence du pathogène, et dans ce cas les isolats de F. oxysporum suspects doivent être envoyés à un spécialiste pour un test de PCR. D’autres méthodes, comme la compatibilité végétative des mutants nit (Djerbi, 1990) et l’analyse RFLP (Tantaoui et al., 1996) ont jadis été utilisées, et ont servi à démontrer l’homogénéité de F. o. albedinis. Ces méthodes ne sont plus actuellement utilisées pour le diagnostic. Isolement Pour l’isolement, la procédure normalisée consiste à stériliser en surface des morceaux de tissu vasculaire décoloré provenant de racines, de frondes ou de tiges dans de l’éthanol à 50% pendant une minute. Les rincer ensuite dans de l’eau et les incuber à 20–25 °C sur milieu gélosé (Djerbi, 1990). Les Fusarium spp. sont très instables en culture, en particulier sur les milieux riches comme la gélose pomme de terre-dextrose (PDA). Ils peuvent dégénérer rapidement et (à long-terme) perdre leur pouvoir pathogène. Il est donc nécessaire d’isoler et de cultiver les isolats de Fusarium sur des milieux peu nutritifs, comme le milieu SNA (synthetic nutrient-poor agar). Les autres milieux, comme la gélose Czapek Dox (CDA) et le milieu PDA doivent être utilisés uniquement pour l’observation des caractéristiques macroscopiques en culture, telles que la couleur. Pour la conservation, le champignon doit être prélevé seulement sur du milieu SNA. Milieux de culture • gélose pomme de terre-dextrose (PDA, Difco). • SNA (synthetic nutrient-poor agar; 1 g KH2PO4, 1 g KNO3, 0,5 g MgSO4·7H2O, 0,5 g KCl, 0,2 g glucose, 0,2 g sucrose par litre d’eau distillée. Ajouter dans les boîtes de Pétri, comme source supplémentaire de carbone, des morceaux de papier-filtre passés à l’autoclave). • gélose Czapek Dox (3 g NaNO3, 1 g KH2PO4, 0,5 g KCl, 0,5 g MgSO4·7H2O, 0,01 g FeSO4·7H2O, 30 g sucrose, 15 g de gélose, 1000 mL d’eau distillée). Caractéristiques de croissance en culture Le mycélium aérien sur PDA et CDA est délicatement floconneux et clairsemé. Les cultures ont une apparence visqueuse due à la production abondante de conidies, et sont roses (sur l’envers de la boîte, surtout sur milieu PDA) et à croissance lente (6,0–8,5 cm de diamètre en 8 jours à 25 °C sur milieu PDA). Morphologie Conidies (sur milieu SNA): microconidies portées par des monophialides courtes et non ramifiées (mesurant 8–14 µm de longueur) issus latéralement des hyphes ou de conidiophores peu ramifiés; généralement abondantes, variables, ovales à ellipsoïdes, droites à légèrement courbées, mesurant 5–12 × 2,2–3,5 µm, produites dans une substance mucilagineuse. Macroconidies clairsemées chez certaines souches, portées sur des conidiophores plus ramifiés ou à la surface de sporodochies ressemblant à celles de Tubercularia, à parois fines, ayant généralement trois à cinq cloisons, fusoïdes à subulées et pointues aux deux extrémités, occasionnellement fusoïdes à falciformes, certaines ayant une extrémité crochue et une base pédicellée, mesurant 27–46 × 3–5 µm (3 cloisons) à 50–66 × 3,5–5 µm (6–7 cloisons). Les spores à trois cloisons sont les plus courantes (Fig. 1). Chlamydospores (sur milieu SNA): parois lisses à rugueuses, 7–11 µm, généralement abondantes, terminales ou intercalaires, généralement solitaires mais occasionnellement en paires ou en chaînes. La morphologies des spores sur milieu PDA ou sur l’hôte est généralement très variable et n’est donc pas fiable. Identification de cultures pures par des méthodes moléculaires Une paire d’amorces (TL3–FOA28) a été mise au point par Fernández et al. (1998) pour le diagnostic de cultures pures de F. o. albedinis par PCR. Ce test permet de différencier le pathogène du palmier-dattier des autres formae speciales de F. oxysporum, ainsi que des souches saprophytes. Les séquences d’amorces sont 3′-GGTCGTCCGCAGAGTATACCGGC-5′ (TL3) et 3′-ATCCCCGTAAAGCCCTGAAGC-5′ (FOA28). L’ADN fongique doit être extrait d’une culture de F. oxysporum selon Fernández et al. (1998) ou par une méthode standard d’extraction de l’ADN des champignons. Le mélange de réaction doit contenir 1,5 mm MgCl2; 100 µm (de chaque) de dATP, dCTP, dGTP et dTTP; 0,5 µm (de chaque) des deux amorces; 25 ng d’ADN génomique; 1,25 µL de tampon de réaction concentré 10 fois; et 0,25 unités de polymérase ADN. Un témoin négatif (sans ADN cible) doit être inclus dans chaque expérimentation pour tester la contamination, ainsi qu’un témoin positif (ADN d’une souche de référence du pathogène). L’amplification doit être conduite dans un thermocycleur programmé comme suit: 1 cycle de 4 min à 95 °C suivi de 30 cycles de 30 s à 92 °C, 30 s à 62 °C, 45 s à 72 °C. Après ces 30 cycles, conduire un cycle de 15 min à 72 °C. Après l’amplification, 8 µL du mélange de réaction sont chargés sur un gel d’agarose à 1,4%, séparés par électrophorèse, colorés au bromure d’éthidium, et observés et photographiés en lumière UV. L’ADN de la souche de référence du champignon (témoin positif), mais pas le témoin négatif, doivent produire un amplicon de 400 pb. Les isolats de F. oxysporum produisant un amplicon de cette taille doivent être identifiés comme étant f. sp. albedinis. Test de pouvoir pathogène Le test de pouvoir pathogène des cultures pures peut être utilisé comme alternative au test de PCR. La méthode est simple du point de vue technologique mais nécessite beaucoup de temps (Djerbi, 1990). Des plantules de P. dactylifera issues de semis sont cultivées dans des conditions exemptes de maladie dans des sacs en polyéthylène transparent. Le champignon ne doit pas avoir été stocké sur milieu PDA ou autre milieu riche. Le champignon doit être transféré du SNA au PDA (solide ou liquide) à 25 °C et une suspension de 106 spores par mL doit être préparée après une semaine. La suspension de spores est pipettée sur les racines des plantules au stade deux feuilles (âgées d’environ trois mois). Les premiers symptômes sont visibles après 3 semaines. Le taux de mortalité est notéà intervalle régulier pendant 2 mois après l’inoculation. Outre cette inoculation, deux inoculations témoins sont incluses, l’une avec un isolat pathogène de F. oxysporum f. sp. albedinis et l’autre avec un isolat non pathogène de F. oxysporum (devant être obtenu auprès des sources indiquées ci-dessous). Le test de pouvoir pathogène est valide si la mortalité finale dépasse 20% pour l’isolat pathogène connu et aussi pour l’isolat étudié, et que les plantules inoculées avec l’isolat non pathogène ne présentent pas de signe de maladie. Le palmier-dattier est génétiquement variable à cause de sa nature dioïque, et il faut donc utiliser au moins 50 plantules dans le test de pouvoir pathogène. Comparison with similar species On Phoenix canariensis, a wilt occurs which is caused by a different forma specialis of F. oxysporum, f. sp. canariensis. Yet another forma specialis, f. sp. elaeidis, is found on oil palm (Elaeis guineensis). The three formae speciales may be distinguished by pathogenicity testing or, preferably, by PCR. The primer pair TL3–FOA28 developed by Fernández et al. (1998) produces an amplicon only with F. o. albedinis, and not with the two other formae speciales from Arecaceae, with formae speciales from other hosts, or with non-pathogenic (saprophytic) strains of F. oxysporum from P. dactylifera. Comparaison avec des espèces similaires Sur Phoenix canariensis, un flétrissement est causé par une autre forma specialis de F. oxysporum, f. sp. canariensis. Une troisième forma specialis, f. sp. elaeidis, est trouvée sur palmier à huile (Elaeis guineensis). Les trois formae speciales peuvent être différenciées par des tests de pouvoir pathogène ou, de préférence, par PCR. La paire d’amorces TL3–FOA28 développée par Fernández et al. (1998) produit un amplicon seulement avec F. oxysporum f. sp. albedinis, mais pas avec les deux autres formae speciales sur Arecaceae, ou les formae speciales sur d’autres hôtes, ou les souches non pathogènes (saprophytes) de F. oxysporum isolées à partir de P. dactylifera. Reference cultures ATCC 12301 Parklane Drive, Rockville, MD 20852-1776 ,USA. Fax +1 301 231 5826. Reference cultures of F. oxysporum f. sp. albedinis from D. Fernández can be obtained from IRD – Institut de Recherche pour le Développement, 911 avenue Agropolis, BP5045, 34032 Montpellier (FR). Cultures de référence ATCC 12301 Parklane Drive, Rockville, MD 20852-1776, USA. Fax +1 301 231 5826. Les cultures de référence de F. oxysporum f. sp. albedinis de D. Fernández peuvent être obtenues auprès de l’Institut de Recherche pour le Développement, 911 avenue Agropolis, BP5045, 34032 Montpellier (FR). Requirements for a positive identification The procedures for detection of Bayoudh disease and identification of the pathogen described in this protocol should have been followed. The disease symptoms, growth characteristics and morphology of the pathogen, Fusarium oxysporum f. sp. albedinis, should be in accordance with the descriptions in the protocol. The test isolate of Fusarium oxysporum should have been identified unambiguously as f. sp. albedinis through PCR with the primer pair TL3–FOA28. Alternatively, the pathogenicity of the test isolate should have been confirmed on date palm (Phoenix dactylifera). Exigences pour une identification positive Les procédure de détection de la maladie du Bayoudh et l’identification du pathogène décrites dans ce protocole doivent avoir été suivies. Les symptômes de maladie, les caractéristiques de croissance et la morphologie du pathogène, Fusarium oxysporum f. sp. albedinis, doivent correspondre aux descriptions données dans ce protocole. L’isolat de Fusarium oxysporumétudié doit avoir été identifié sans ambiguïté comme étant f. sp. albedinis par PCR avec la paire d’amorces TL3–FOA28. Alternativement, le pouvoir pathogène de l’isolat étudié doit avoir été confirmé sur palmier-dattier (Phoenix dactylifera). Report on the diagnosis A report on the execution of the protocol should include: • information on the origin of the infected material; • an indication of the magnitude of the infection (how much damaged tissue); • a description of the disease symptoms (preferably including photographs); • a description of the growth characteristics of the fungus on the mentioned media and, if possible, measurements and/or drawings or photographs of fungal organs; • comments on the certainty or uncertainty of the identification; • a copy of the PCR test results of the culture along with positive and negative controls showing that the 400 bp amplicon has been obtained for the investigated isolate of F. oxysporum and for DNA from a reference isolate of F. o. albedinis, but not for the negative control. Alternatively, the outcome of pathogenicity testing (including a table with data for the investigated isolate of F. oxysporum, a reference isolate of the pathogen and a non-pathogenic isolate of F. oxysporum) may be given. A pure culture of the pathogen should be available (stored on SNA at 4 °C). Rapport sur le diagnostic Le rapport sur la mise en oeuvre du protocole doit comporter: • des informations sur l’origine du matériel infecté; • une indication de l’étendue de l’infection (quantité de tissus endommagés); • une description des symptômes de maladie (de préférence accompagnée de photographies); • une description des caractéristiques de croissance du champignon sur le milieu mentionné et, si possible, des mesures et/ou des dessins ou photographies des organes fongiques; • des commentaires sur les certitudes ou les doutes relatifs à l’identification; • une copie des résultats de PCR de la culture, et des témoins positif et négatif, montrant que l’amplicon de 400 pb a été obtenu pour l’isolat de F. oxysporumétudié et pour l’ADN d’un isolat de référence de F. o. albedinis, mais pas pour le témoin négatif. Alternativement, on peut fournir le résultat des tests de pouvoir pathogène (y compris un tableau présentant les données pour l’isolat de F. oxysporumétudié, un isolat de référence du pathogène et un isolat non pathogène de F. oxysporum). Une culture pure du pathogène doit être disponible (stockée sur milieu SNA à 4 °C). Further information/Renseignements supplémentaires Further information on this organism can be obtained from:/Des renseignements supplémentaires sur cet organisme peuvent être obtenus auprès de: Institut National de la Recherche Agronomique, BP 115, Hassen Badi, Belfort, El Harrach-Alger, Algeria.D. Fernández, Institut de Recherche pour le Développement, 911 avenue Agropolis, BP5045, 34032 Montpellier, France. Acknowledgements/Remerciements This protocol was originally drafted by:/Ce protocole a été initialement préparé par: R. P. Baayen, Dutch Plant Protection Service, Wageningen, the Netherlands. R. Pieters, Dutch Plant Protection Service, Wageningen, the Netherlands. References/Références CMI (1978) Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria, no. 211 Fusarium oxysporum . CAB International, Wallingford (GB). CMI (1992) Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria, no. 1111 Fusarium oxysporum f. sp. albedinis. CAB International, Wallingford (GB). Djerbi M (1990) Méthodes de diagnostic du Bayoudh du palmier dattier. EPPO Bulletin 20, 607– 613. EPPO/CABI (1997). Fusarium oxysporum .f. sp. albedinis. In: Quarantine Pests for Europe, 2nd edn, pp. 758– 763. CAB International, Wallingford (GB). Fernández D, Ouinten M, Tantaoui A, Geiger JP, Daboussi MJ & Langin T (1998) Fot1 insertions in the Fusarium oxysporum f. sp. albedinis genome provide diagnostic PCR targets for detection of the date palm pathogen. Applied and Environmental Microbiology 64, 633– 636. Gerlach W & Nirenbery H (1982) The Genus Fusarium – a Pictorial Atlas . BBA, Berlin (DE). Tantaoui A, Ouinten M, Geiger JP & Fernández F (1996) Characterization of a single clonal lineage of Fusarium oxysporum f. sp. albedinis causing Bayoudh disease of date palm in Morocco. Phytopathology 86, 787– 792. Citing Literature Volume33, Issue2August 2003Pages 265-269 FiguresReferencesRelatedInformation