Portal de Periódicos da CAPES

Parasaissetia nigra

2002; Wiley; Volume: 32; Issue: 2 Linguagem: Catalão

10.1046/j.1365-2338.2002.00586.x

1365-2338

Research on scale insects

EPPO BulletinVolume 32, Issue 2 p. 293-298 Free Access Parasaissetia nigra First published: 05 September 2002 https://doi.org/10.1046/j.1365-2338.2002.00586.xCitations: 5AboutSectionsPDF ToolsRequest permissionExport citationAdd to favoritesTrack citation ShareShare Give accessShare full text accessShare full-text accessPlease review our Terms and Conditions of Use and check box below to share full-text version of article.I have read and accept the Wiley Online Library Terms and Conditions of UseShareable LinkUse the link below to share a full-text version of this article with your friends and colleagues. Learn more.Copy URL Share a linkShare onFacebookTwitterLinkedInRedditWechat Specific scope This standard describes a diagnostic protocol for Parasaissetia nigra. Champ d’application spécifique Cette norme décrit un protocole de diagnostic pour Parasaissetia nigra. Specific approval and amendment First approved in 2001-09. Approbation et amendement spécifiques Approbation initiale en 2001-09. Introduction Parasaissetia nigra is a plant sap-sucking scale insect in family Coccidae (superfamily Coccoidea). It is polyphagous, feeding on plants of 95 families, and is a moderate pest of ornamentals and a minor pest of several agricultural crops. Heavy infestations of P. nigra reduce host vigour by sap depletion and by injecting toxins. The insects produce copious quantities of honeydew on which sooty moulds grow, reducing the photosynthetic area of the plant, resulting in defoliation and stunting. This lowers the aesthetic appearance and market value of ornamental plants. Parasaissetia nigra probably originated in Africa but is now widespread throughout the warmer parts of the world. Introduction Parasaissetia nigra est une cochenille de la famille des Coccidae (superfamille Coccoidea), qui est polyphage et s’alimente sur des plants de 95 familles de végétaux. En tant que ravageur, elle a une importance moyenne sur plantes ornementales et mineure sur diverses autres cultures. Les infestations importantes de P. nigra réduisent la vigueur de l’hôte en raison du prélèvement de sève et de l’injection de toxines. Les insectes produisent un miellat abondant sur lequel des fumagines se développent, réduisant la photosynthèse de la plante et entraînant une défoliation et un rabougrissement. L’aspect esthétique et la valeur marchande des plantes ornementales est ainsi diminuée. Parasaissetia nigra est probablement originaire d’Afrique mais est désormais largement répandu dans toutes les régions chaudes du globe. Identity Name: Parasaissetia nigra (Nietner) Synonyms: Lecanium nigrum Nietner Lecanium depressum Targioni-Tozzetti Saissetia depressa (Targioni) Fernald Lecanium begoniae Douglas Saissetia begoniae (Douglas) Fernald Lecanium caudatum Green Lecanium (Saissetia) pseudonigrum Kuwana Lecanium (Saissetia) sideroxylium Kuwana Saissetia cuneiformis Leonardi Lecanium (Saissetia) signatum Newstead Saissetia perseae Brain Lecanium (Saissetia) crassum Green Saissetia nigra (Nietner) A complete list of synonyms and type data is given by Ben-Dov (1993). Taxonomic position: Insecta: Hemiptera: Homoptera: Coccidae: Coccinae: Saissetiini Bayer computer code: SAISNI Phytosanitary categorization: EU Annex designation II/A1 – as Saissetia nigra Identité Nom: Parasaissetia nigra (Nietner) Synonymes: Lecanium nigrum Nietner Lecanium depressum Targioni-Tozzetti Saissetia depressa (Targioni) Fernald Lecanium begoniae Douglas Saissetia begoniae (Douglas) Fernald Lecanium caudatum Green Lecanium (Saissetia) pseudonigrum Kuwana Lecanium (Saissetia) sideroxylium Kuwana Saissetia cuneiformis Leonardi Lecanium (Saissetia) signatum Newstead Saissetia perseae Brain Lecanium (Saissetia) crassum Green Saissetia nigra (Nietner) Ben-Dov (1993) donne une liste complète de synonymes et autres données. Classement taxonomique: Insecta: Hemiptera: Homoptera: Coccidae: Coccinae: Saissetiini Code informatique Bayer: SAISNI Catégorisation phytosanitaire: Désignation Annexe UE II/A1 – sous le nom Saissetia nigra Detection Parasaissetia nigra infests leaves, twigs, branches and fruits and may be found on a wide range of imported plants (growing plants, cut branches, fruits). Infested plants may be covered in honeydew and sooty mould, and may exhibit defoliation and stunting. The honeydew produced sometimes attracts ants and flies. These symptoms are also produced by other sap-sucking hemipteran insects. Parasaissetia nigra, in common with other scale insects, typically exhibits a strongly clumped distribution on the host plants. Therefore, as much plant material as practical should be examined in order to detect P. nigra. Détection Parasaissetia nigra infeste les feuilles, les rameaux, les branches et les fruits, et peut être trouvé sur une vaste gamme de végétaux importés (plantes, rameaux coupés, fruits). Les plantes infestées sont parfois couvertes de miellat et de fumagines, et peuvent présenter une défoliation et un rabougrissement. Le miellat attire les fourmis et les mouches. Ces symptômes sont les mêmes pour d’autres hémiptères phytophages. Parasaissetia nigra, comme d’autres cochenilles, est répartie sur les plantes-hôtes en masses compactes. Il faut donc examiner autant de matériel végétal que possible pour la détecter. Identification Adult females of P. nigra vary considerably in form and colour depending on the host plant species and feeding site. They are generally elongate-oval, somewhat narrowed in front, flat to moderately convex, and sometimes hump-backed in the middle. The shape may be influenced by host morphology; for example, when feeding on narrow leaves or twigs, they can be elongate. They are normally brown to shiny black, but can be yellow, with a smooth or slightly wrinkled dorsal surface. Body length is 3.5–5.5 mm and width 2.5–4.0 mm. The taxonomy of the Coccoidea is based almost entirely on the adult female and a good slide preparation of a teneral (young) female is required for identification to species. The following descriptions and keys all refer to this stage. A method of slide preparation for scale insects is given in Appendix I. A high-power microscope (× 100 to × 400) is required to see all the diagnostic characters. The morphological terminology used here follows that of Hodgson (1994). Coccidae The family Coccidae is easily recognizable by the presence of a pair of dorsal triangular or rounded anal plates, at the base of an anal cleft (Fig. 1). The Coccidae is the third largest family in the Coccoidea and contains some 160 genera (Hodgson, 1994) and 1090 species (Ben-Dov, 1993). Figure 1Open in figure viewerPowerPoint Morphological description of Parasaissetia nigra. Description morphologique de Parasaissetia nigra. Parasaissetia Takahashi The genus Parasaissetia may be identified using the following combination of characters (Fig. 1): 1 dorsum divided into polygonal cells (absent in newly moulted adults); 2 dorsal tubercles and pocket-like sclerotizations present; 3 dorsal setae bluntly spinose, cylindrical or slightly capitate apically; 4 discal setae absent from anal plates; 5 tibio-tarsal articulatory scleroses and articulation absent; 6 claw digitules both reasonably broad; 7 pregenital disc pores more or less restricted to abdomen; 8 stigmatic spines in groups of three; 9 ventral tubular ducts numerous, present in an obvious broad submarginal band; 10 fimbriate marginal setae (except P. litorea De Lotto in which they are mostly club-shaped). Parasaissetia nigra Slide-mounted specimens are normally oval (Fig. 1). Dorsum: derm with numerous polygonal areas except extreme margins and absent in newly moulted specimens. Setae short, slightly capitate. Minute pores numerous, each associated with a clear polygonal area. Preopercular pores present, often in a wide group containing 4–23 pores, immediately anterior to anal plates. Submarginal dorsal tubercles present, numbering 1–26. Pocket-like sclerotizations generally present, numbering 0–17, and often closely associated with dorsal tubercles. Anal plates broadly triangular, each with the anterior margin straight or slightly concave, the posterior margin rounded and convex, and with 4 apical setae. Eyes dorsal, situated on submargin. Margin: marginal setae apically flattened, expanded and frayed, the tip often wider than the setal collar, and pointed when viewed sideways. They are usually shorter than the middle stigmatic setae. Stigmatic clefts well developed, each with 3 stigmatic setae, bluntly pointed, the middle seta 2–4 × longer than the lateral setae. Venter: derm membranous. Pregenital disc-pores, normally with 8–10 loculi, present in vulvar region and in fairly loose rows on preceding abdominal segments. Spiracular disc pores, each mainly with 5 loculi; present in single to triple rows in stigmatic furrows. Microducts scattered. One type of tubular duct present, fairly numerous in a submarginal band, the band interrupted from anterior stigmatic furrows to near antennal bases. Ventral surface with 3 pairs of long pregenital setae and numerous short pointed setae. Legs longer than antennae, each leg with tibia and tarsus distinct, but without free articulation and without tibio-tarsal articulatory sclerosis. Antennae each with 8, occasionally 7, segments. The numbers of preopercular pores, dorsal sclerotized glands, submarginal tubercles and the expansion of the marginal setal tips vary considerably. This variation is probably due to race and/or host-plant effects (Hodgson, 1994); this is discussed in detail by Ben-Dov (1978) and De Lotto (1967). De Lotto, 1967) considered that there was probably a complex of species within our present understanding of P. nigra. Detailed morphological descriptions of adult females are given by De Lotto (1967), Ezzat & Hussein (1969), Ben-Dov (1978), Gill (1988), Hamon & Williams (1984), Williams & Watson (1990) and Hodgson (1994). Identification La forme et la couleur des femelles de P. nigra varient considérablement selon la plante-hôte, et le site d’alimentation. Elles sont généralement allongées à ovales, plus étroites à l’avant, plates à modérément convexes, et parfois bossues en leur milieu. La forme peut être influencée par la morphologie de l’hôte; par exemple elles sont allongées si elles s’alimentent sur des feuilles ou rameaux étroits. Elles sont normalement brunes à noir brillant, mais peuvent être jaunes, avec une surface dorsale lisse ou légèrement plissée. Le corps mesure 3,5–5,5 mm de longueur et 2,5–4,0 mm de largeur. La taxonomie des Coccoidea repose presque entièrement sur la femelle adulte; il faut donc disposer d’un bon montage sur lame de microscope d’une femelle ténérale (imago récemment éclos) pour conduire l’identification jusqu’à l’espèce. Les descriptions et clés suivantes concernent ce stade. L’annexe I donne une méthode de montage de cochenilles sur des lames de microscope. Un microscope puissant (× 100 à× 400) doit être utilisé pour voir tous les caractères du diagnostic. La terminologie de morphologie utilisée (voir version anglaise) est celle de Hodgson (1994). Coccidae La famille des Coccidae est facilement reconnaissable à la présence d’une paire de plaques anales dorsales triangulaires ou arrondies, situées à la base d’une incisure anale (ou fente anale) (voir Fig. 1). Les Coccidae sont la troisième famille des Coccoidea, avec quelques 160 genres (Hodgson, 1994) et 1090 espèces (Ben-Dov, 1993). Parasaissetia Le genre Parasaissetia peut être identifiéà l’aide de la combinaison suivante de caractères (voir Fig. 1): 1 face dorsale divisée en cellules polygonales (absent chez les adultes venant de muer); 2 tubercules dorsaux et sclérotisations en poche présents; 3 soies dorsales spiniformes, cylindriques ou légèrement capitées à leur extrémité; 4 absence de soies discales sur les plaques anales; 5 sclérotisations articulaires et articulations tibio-tarsales absentes; 6 digitules des griffes du tarse tous deux raisonnablement larges; 7 pores génitaux plus ou moins limités à l’abdomen; 8 soies stigmatiques par groupes de 3; 9 nombreuses glandes tubulaires, disposées en une évidente bande submarginale; 10 soies marginales frangées (sauf chez P. litorea De Lotto où elles sont majoritairement claviformes). Parasaissetia nigra Les spécimens montés sur lames sont en principe ovales (Fig. 1). Surface dorsale: derme présentant de nombreuses zones polygonales sauf sur la zone marginale et chez les spécimens venant de muer. Soies courtes, légèrement capitées. Nombreux petits pores, chacun associéà une zone polygonale nette. Présence de pores pré-operculaires juste à l’avant des plaques anales, souvent par groupes de 4 à 23. 1 à 26 tubercules dorsaux submarginaux. Sclérotisations en poche généralement présentes (0 à 17), souvent étroitement associées aux tubercules dorsaux. Plaques anales triangulaires avec le bord antérieur droit ou légèrement concave, le bord postérieur arrondi et convexe, et 4 soies apicales. Yeux dorsaux situés près du bord. Bord: soies marginales pointues vues de profil et aplaties, étalées et dentées à leur extrémité qui est souvent plus large que la base. Elles sont généralement plus courtes que la soie stigmatique centrale. Incisures stigmatiques bien développées avec chacune 3 soies stigmatiques pointues; la soie centrale est 2 à 4 fois plus longue que les 2 soies latérales. Surface ventrale: derme membraneux. Pores prégénitaux (multiloculaires, normalement à 8–10 loculi) situés dans la région vulvaire et formant des rangées assez espacées sur les segments abdominaux précédents. Pores stigmatiques (généralement à pentaloculaires) en rangées simples à triples dans les sillons stigmatiques. Microglandes dispersées. Présence d’un type de glandes tubulaires, relativement nombreuses et formant une bande submarginale interrompue entre les sillons stigmatiques antérieurs et les bases des antennes. 3 paires de longues soies prégénitales, et nombreuses soies courtes et pointues. Pattes plus longues que les antennes, chacune avec le tibia et le tarse distinct, mais sans articulation libre et sans sclérotisation articulaire tibio-tarsale. Antennes à 8 segments, occasionnellement 7. Le nombre de pores préoperculaires, de glandes dorsales sclérotisées, de tubercules submarginaux et l’étalement des extrémités des soies marginales varient considérablement. Cette variation est probablement due à des effets de race et/ou de plantes-hôtes (Hodgson, 1994); voir Ben-Dov (1978) et De Lotto, 1967) pour des discussions détaillées. De Lotto, 1967) considère que notre conception actuelle de P. nigra couvre probablement un complexe d’espèces. De Lotto (1967), Ezzat & Hussein (1969), Ben-Dov (1978), Gill (1988), Hamon & Williams (1984), Williams & Watson (1990) et Hodgson (1994) donnent des descriptions morphologiques détaillées des femelles adultes. Comparison with similar species Parasaissetia nigra is cosmopolitan and is widely polyphagous, whereas the other four species assigned to the genus Parasaissetia are only found in the Afrotropical region and have a limited host range. Parasaissetia nairobica De Lotto, Parasaissetia litorea De Lotto and Parasaissetia ficicola De Lotto may be separated from P. nigra using the key in Table 1. Parasaissetia tsaratananae (Mamet) is not included in the key as its status is unclear. Its original description by Mamet (1951) is inadequate, it has not been fully illustrated and, according to Matile-Ferrero (1978), the holotype and two paratypes that were examined were too old and heavily sclerotized for the diagnostic characters to be seen. Table 1. Key to Parasaissetia 1 Pregenital disc-pores only present around genital opening P. nairobica Pregenital disc-pores always extending in loose transverse rows on the abdominal segments anterior to the genital opening 2 2 Most marginal setae club-shaped, digitiform or cylindrical P. litorea Most marginal setae apically flattened and frayed 3 3 Ano-genital fold with numerous small membranous spur-like processes P. ficicola Ano-genital fold finely to broadly crenulate P. nigra Within the EPPO region, P. nigra is most likely to be mistaken for Saissetia coffeae (Walker) and Saissetia oleae (Olivier). In life, P. nigra may be distinguished from Saissetia spp. as it lacks the raised dorsal ‘H’ pattern that is common in most species of Saissetia, at least in the nymphs and early adult stages. P. nigra is also more elongate and has a smoother dorsal surface than Saissetia (Hamon & Williams, 1984; Gill, 1988). Slide-mounted specimens of P. nigra may be distinguished from Saissetia by the characters in Table 2. Table 2. Characters separating Parasaissetia from Saissetia Character Parasaissetia nigra Saissetia spp. Distal seta on anal plate Absent Single large seta present Tibio-tarsal articulatory scleroses Absent Present Tibio-tarsal articulation Absent Present Dorsal setae Capitate Tapering or conical Comparaison avec des espèces similaires Parasaissetia nigra est cosmopolite et très polyphage, tandis que les quatre autres espèces du genre Parasaissetia sont présentes seulement dans la zone afro-tropicale et ont une gamme d’hôtes limitée. Parasaissetia nairobica De Lotto, Parasaissetia litorea De Lotto et Parasaissetia ficicola De Lotto peuvent être séparées de P. nigra grâce à la clé du tableau 1. Parasaissetia tsaratananae (Mamet) ne figure pas dans la clé car son statut est incertain. La description initiale de Mamet (1951) est inadéquate car elle n’a pas été totalement illustrée et, selon Matile-Ferrero (1978), l’holotype et les deux paratypes examinés étaient trop vieux et trop sclérotisés pour que les caractères du diagnostic puissent être observés. Table 1. Clé pour Parasaissetia 1 Pores prégénitaux présents seulement autour de l’ouverture génitale P. nairobica Pores prégénitaux sous forme de rangées transversales espacées surles segments abdominaux antérieurs à l’ouverture génitale 2 2 Soies marginales claviformes, digitiformes ou cylindriques pour la plupart P. litorea Soies marginales aplaties et dentées à leur extrémité pour la plupart 3 3 Pli ano-génital portant de nombreuses petites excroissances membraneuses en forme d’éperon P. ficicola Pli ano-génital crénelé (créneaux fins à larges) P. nigra Dans la région OEPP, P. nigra est plus susceptible d’être confondu avec Saissetia coffeae (Walker) et Saissetia oleae (Olivier). Vivant, P. nigra peut être distingué de Saissetia spp. car il n’a pas la carène dorsale en relief figurant la lettre ‘H’ qui est commune à la plupart des espèces de Saissetia, au moins chez les nymphes et les premiers stades adultes. Parasaissetia nigra est également plus allongé et sa surface dorsale est plus lisse que celle de Saissetia (Hamon & Williams, 1984; Gill, 1988). Les spécimens de P. nigra montés sur lame peuvent être distingués de Saissetia par les caractères du tableau 2. Table 2. Caractères séparant Parasaissetia de Saissetia Caractère Parasaissetia nigra Saissetia spp. Soie distale sur plaque anale Absente Une seule grosse soie présente Sclérotisation articulaire tibio-tarsale Absente Présente Articulation tibio-tarsale Absente Présente Soies dorsales Capitées Effilées ou coniques Requirements for a positive diagnosis The procedures for detection and identification described in this protocol should have been followed. A good slide preparation should be made of a teneral adult female. All the main morphological characters should be seen and the specimen should match the morphological description and illustration. The specimen should be identified as nigra using the key to Parasaissetia. The specimen should preferably be compared with other slide-mounted specimens which have been identified by a specialist. Exigences pour un diagnostic positif Les procédures de détection et d’identification décrites dans ce protocole doivent être suivies. Une bonne préparation sur lame de femelle adulte ténérale est indispensable. Tous les principaux caractères morphologiques doivent avoir été observés et le spécimen doit correspond à la description et aux illustrations morphologiques. Le spécimen doit être identifié comme étant nigraà l’aide de la clé pour Parasaissetia. Enfin, le spécimen devrait de préférence être comparéà d’autres spécimens montés sur lame qui ont été identifiés par un spécialiste. Report on the diagnosis A report on the execution of the protocol should include: • information on the origin of the infested material and on the host plant; • an indication of the magnitude of the infestation (population density, level of damage); • a description of symptoms, with photographs if necessary; • comments on the certainty or uncertainty of the identification. Rapport sur le diagnostic Le rapport sur la mise en oeuvre du protocole doit comporter: • des informations sur l’origine du matériel infesté et la plante-hôte; • une indication de l’intensité de l’attaque (densité de population, niveau des dégâts); • la description des symptômes (inclure des photographies si nécessaire); • une appréciation de la certitude ou non de l’identification. Further information/Renseignements supplémentaires Further information on this organism can be obtained from:/Des renseignements supplémentaires sur cet organisme peuvent être obtenus auprès de: Y. Ben-Dov, Department of Entomology, ARO, The Volcani Center, Bet Dagan 50250 (Israel) M. Jansen, Entomology Section, Plant Protection Service, Geertjesweg 15, PO Box 9102, 6700 HC Wageningen (Netherlands) Acknowledgements/Remerciements This protocol was originally drafted by:/Ce protocole a été initialement préparé par: C. Malumphy, Invertebrate Identification Team, Central Science Laboratory, Sand Hutton, York YO41 1LZ (UK) Appendices Appendix I Permanent microscope-slide preparation of scale insects The following method has been modified from Martin (1987). 1 Heat specimens gently in 90% ethanol for a few minutes. 2 Transfer to 10% potassium hydroxide and heat for approximately 10 min The length of time required depends on the size and maturity of the specimen. Make a small dorsal incision above the antennal bases to help the breakdown of internal body tissues. Expel the liquefied body contents through the dorsal incision using two fine spatulas. The main tracheal branches may also be removed using mounted micropins with curved tips. 3 Soak the specimens in cold distilled water. 4 Rinse specimens in cold glacial acetic acid. 5 Gently heat for 15–30 min in chloral phenol. 6 Add fresh glacial acetic acid, together with a drop of acid fuchsin stain. Agitate until the mixture is a uniform pink colour. 7 Rinse with fresh glacial acetic acid. 8 Soak the specimens in fresh glacial acetic acid for 10 min. 9 Add clove oil and leave for at least 15 min. 10 Place the specimen on a slide and absorb away surplus clove oil with fine filter paper. Add a drop of Canada balsam on the specimen and gently lower the cover slip by its own weight. Annexe I Montage permanent de cochenilles sur des lames de microscope La méthode suivante a été adaptée de Martin (1987). 1 Chauffer doucement le spécimen dans de l’éthanol à 90% pendant quelques minutes. 2 Transférer dans de l’hydroxyde de potassium à 10% et chauffer pendant environ 10 min. La durée dépend de la taille et de la maturité des spécimens. Pratiquer une petite incision dorsale au-dessus de la base des antennes pour faciliter la rupture des tissus internes. Expulser le contenu liquéfié du corps par l’incision dorsale à l’aide de deux spatules fines. Les principales branches trachéales peuvent également être extraites à l’aide de microaiguilles à bout recourbé. 3 Plonger le spécimen dans de l’eau distillée froide. 4 Le rincer dans de l’acide acétique glacial. 5 Chauffer doucement pendant 15–30 min dans du chloral phénol. 6 Ajouter de l’acide acétique glacial, ainsi qu’une goutte de colorant (fuchsine acide). Agiter jusqu’à ce que le mélange ait une coloration rose uniforme. 7 Rincer avec de l’acide acétique glacial. 8 Immerger le spécimen dans de l’acide acétique glacial pendant 10 min. 9 Ajouter de l’essence de girofle et laisser pendant au moins 15 min. 10 Placer le spécimen sur une lame et éliminer l’excédent d’essence de girofle à l’aide d’un papier filtre fin. Ajouter une goutte de baume du Canada sur le spécimen et déposer délicatement une lamelle sans appuyer. References/Références Ben-Dov Y (1978) Taxonomy of the nigra scale Parasaissetia nigra, with observations on mass rearing and parasites of an Israeli strain. Phytoparasitica 6, 115– 127. Ben-Dov Y (1993) A systematic catalogue of the soft scales of the world. Flora and Fauna Handbook no. 9. Sandhill Crane Press, Gainesville (US). De Lotto G (1967) The soft scales (Homoptera: Coccidae) of South Africa I. South African Journal of Agricultural Science 10, 781– 810. Ezzat YM & Hussein NA (1969) Redescription and classification of the family Coccidae. U.A.R. Bulletin de la Société Entomologique d’Egypte (1967) 51, 359– 426. Gill RJ (1988) The scale insects of California. Part 1. The soft scales (Coccidae). Technical Services in Agricultural Biosystematics and Plant Pathology, California Department of Food and Agriculture 1, 1– 132. Hamon AB & Williams ML (1984) The soft scale insects of Florida (Coccidae). Arthropods of Florida and Neighboring Land Areas 11, 94. Hodgson CJ (1994) The Scale Insect Family Coccidae: an Identification Manual to Genera. CAB International, Wallingford (GB). Mamet JR (1951) Notes on the Coccoidea of Madagascar II. Mémoires de l’Institut Scientifique de Madagascar (Ser. A) 4, 213– 254. Martin J (1987) An identification guide to common whitefly pest species of the world (Homoptera, Aleyrodidae). Tropical Pest Management 33, 298– 322. Matile-Ferrero D (1978) Homoptères Coccoidea de l’Archipel des Comores. Mémoires du Museum National d’Histoire Naturelle (N.S.) Serie A, Zoologie 109, 39– 70. Williams DJ & Watson GW (1990) The Scale Insects of the Tropical South Pacific Region. Part 3. The Soft Scales (Coccidae) and Other Families. CAB International, Wallingford (GB). Citing Literature Volume32, Issue2August 2002Pages 293-298 FiguresReferencesRelatedInformation